Diagnostyka molekularna i serologiczna COVID-19

COVID-19, cho­ro­ba wywo­ła­na przez koro­na­wi­ru­sa cięż­kie­go ostre­go zespo­łu odde­cho­we­go 2 (SARS-CoV‑2), poja­wi­ła się pod koniec grud­nia 2019 r. w Wuhan w Chi­nach, szyb­ko roz­prze­strze­nia­jąc się na inne kra­je w Azji, Euro­pie i Ame­ry­ce Pół­noc­nej. 11 mar­ca 2020 World Health Orga­ni­za­cja (WHO) ogło­si­ła glo­bal­ną pan­de­mię. Obec­nie potwier­dzo­no przy­pad­ki COVID-19 w pra­wie każ­dym kra­ju na świe­cie. WHO wezwa­ła kra­je dotknię­te cho­ro­bą do spo­wol­nie­nia roz­prze­strze­nia­nia się wiru­sa poprzez nało­że­nie środ­ków ogra­ni­cza­ją­cych, takich jak ści­sła kon­tro­la podró­ży, spo­tkań towa­rzy­skich i han­dlu (1) .

Nowy koro­na­wi­rus jest przed­sta­wi­cie­lem wiru­sów RNA i wyka­zu­je podo­bień­stwo gene­tycz­ne (75–80%) do wiru­sów wystę­pu­ją­cych u nie­to­pe­rzy – Sar­be­co­vi­rus. Nale­ży do gru­py wiru­sów SARS-CoV (Seve­re Acu­te Respi­ra­to­ry Syn­dro­me – Coro­na­vi­rus). Sys­te­ma­ty­ka SARS-CoV‑2 to: Kla­sa: Coro­na­vi­ru­ses; Kró­le­stwo: Ribo­vi­ria; Rząd: Nido­vi­ra­les; Pod­rząd: Comi­do­vi­ri­ne­ae; Rodzi­na: Coro­na­vi­ri­dae; Pod­ro­dzi­na: Ortho­co­ro­na­vi­ri­nae; Rodzaj: Beto­co­ro­na­vi­rus; Pod­ro­dzaj: Sar­be­co­vi­rus; Gatu­nek: SARS (2) (3).

Na eta­pie przeda­na­li­tycz­nym pra­wi­dło­we pobra­nie mate­ria­łu z dróg odde­cho­wych w odpo­wied­nim cza­sie jest nie­zbęd­ne do szyb­kiej i dokład­nej dia­gno­sty­ki mole­ku­lar­nej COVID-19. Wyma­ga­ne są odpo­wied­nie środ­ki w celu zapew­nie­nia bez­pie­czeń­stwa per­so­ne­lo­wi labo­ra­to­rium przy jed­no­cze­snym uzy­ska­niu wia­ry­god­nych wyni­ków badań. Na eta­pie ana­li­tycz­nym testy PCR w cza­sie rze­czy­wi­stym real-time RT-PCR pozo­sta­ją testem mole­ku­lar­nym z wybo­ru, pod­czas gdy tech­ni­ki opar­te na prze­ciw­cia­łach są wpro­wa­dza­ne jako narzę­dzia uzu­peł­nia­ją­ce (4).

Ryc.1. Sche­mat dia­gno­sty­ki COVID-19 w prze­bie­gu zaka­że­nia SARS-CoV‑2 (5)

TESTY MOLEKULARNE

Nie­zwy­kle istot­ne dla zaha­mo­wa­nia roz­prze­strze­nia­nia się SARS-CoV‑2 jest wykry­cie infek­cji w fazie począt­ko­wej. Według zale­ceń WHO w dia­gno­sty­ce zaka­żeń SARS-CoV‑2 nale­ży sto­so­wać meto­dy mole­ku­lar­ne (NAAT, nuc­le­ic acid ampli­fi­ca­tion tests) w tym real-time RT-PCR wykry­wa­ją­ce mate­riał gene­tycz­ny wiru­sa, o naj­wyż­szej czu­ło­ści mię­dzy 7–14 dniem od infek­cji (5). Mate­ria­łem kli­nicz­nym do badań mole­ku­lar­nych u pacjen­tów są prób­ki z gór­nych dróg odde­cho­wych: wyma­zy z gar­dła lub noso­gar­dła, popłu­czy­ny lub aspi­ra­ty z noso­gar­dła, któ­re nale­ży zebrać od razu i w mia­rę moż­li­wo­ści pobie­rać powtór­nie w celu moni­to­ro­wa­nia era­dy­ka­cji wiru­sa. Dla celów epi­de­mio­lo­gicz­nych do badań gene­tycz­nych moż­na rów­nież wyko­rzy­stać prób­ki kału, moczu lub prób­ki post mor­tem z autop­sji (6) (7).

Reak­cja łań­cu­cho­wa poli­me­ra­zy w cza­sie rze­czy­wi­stym SARS-CoV‑2 opar­ta jest o reak­cję odwrot­nej trans­kryp­cji, czy­li pro­ce­sie prze­pi­sy­wa­nia jed­no­ni­cio­we­go RNA wiru­sa na dwu­ni­cio­wy DNA. DNA jest w dal­szej kolej­no­ści powie­la­ne w reak­cji PCR i wykry­wa­ne w cza­sie rze­czy­wi­stym przy uży­ciu flu­ore­scen­cyj­nych znacz­ni­ków dla zde­fi­nio­wa­nych obsza­rów geno­mu wiru­sa SARS-CoV‑2 (5). Zasto­so­wa­nie meto­dy RT-PCR w celu iden­ty­fi­ka­cji nowe­go koro­na­wi­ru­sa moż­li­we sta­ło się dzię­ki udo­stęp­nie­niu wzo­ru jego geno­mu w bazie GISAID (Glo­bal Ini­tia­ti­ve on Sha­ring All Influ­en­za Data). Wyso­kie podo­bień­stwo gene­tycz­ne w obrę­bie rodza­ju Coro­na­vi­rus sta­no­wi­ło dużą trud­ność w wyszu­ka­niu spe­cy­ficz­nych sekwen­cji oraz odróż­nie­niu SARS-CoV‑2 od innych wiru­sów wywo­łu­ją­cych infek­cję dróg odde­cho­wych i jelit u ludzi, jak choć­by wiru­sa SARS-CoV. Koro­na­wi­ru­sy mają wie­le sekwen­cji mole­ku­lar­nych w obrę­bie swo­je­go geno­mu jed­no­ni­cio­we­go RNA, któ­re moż­na zasto­so­wać w testach PCR. Nale­żą do nich geny kodu­ją­ce biał­ka struk­tu­ral­ne, w tym geny gli­ko­pro­te­in otocz­ki (E), heli­ka­zy (HE) czy nukle­okap­sy­du (N). Oprócz genów kodu­ją­cych biał­ka struk­tu­ral­ne ist­nie­ją spe­cy­ficz­ne dla gatun­ku geny pomoc­ni­cze, wyma­ga­ne do repli­ka­cji wiru­sa. Nale­żą do nich poli­me­ra­zy RNA zależ­ne od RNA (RdRp), este­ra­zy hema­glu­ty­ni­ny (HE) oraz geny otwar­tej ram­ki odczy­tu ORF1a i ORF1b. Aby unik­nąć poten­cjal­nej reak­cji krzy­żo­wej z inny­mi ende­micz­ny­mi koro­na­wi­ru­sa­mi, a tak­że poten­cjal­ne­go dry­fu gene­tycz­ne­go SARS-CoV‑2, w teście nale­ży uwzględ­nić co naj­mniej dwa cele mole­ku­lar­ne. W Sta­nach Zjed­no­czo­nych, do iden­ty­fi­ka­cji mole­ku­lar­nej wiru­sa SARS-CoV‑2, CDC (Cen­trum Kon­tro­li i Pre­wen­cji Cho­rób) zale­ca dwa doce­lo­we biał­ka nukle­okap­sy­do­we (N1 i N2), pod­czas gdy WHO zale­ca bada­nie pierw­sze­go rzu­tu za pomo­cą testu genu E, a następ­nie testu potwier­dza­ją­ce­go z uży­ciem genu RdRp. Wszyst­kie bada­nia z wyni­ka­mi wąt­pli­wy­mi powin­ny być wyko­na­ne z pró­bek pobra­nych powtór­nie. Ponad­to wyni­ki nega­tyw­ne u pacjen­tów z symp­to­ma­mi cho­ro­by lub z bli­skie­go kon­tak­tu z cho­ry­mi powin­ny być powtó­rzo­ne. W przy­pad­ku dru­gie­go ujem­ne­go wyni­ku u pacjen­tów z obja­wa­mi reko­men­du­je się następ­nie pobra­nie pró­bek z dol­nych dróg odde­cho­wych (3). Obec­nie labo­ra­to­ria dia­gno­sty­ki mole­ku­lar­nej opie­ra­ją się na goto­wych zesta­wach do RT-PCR, gdzie pro­ces przy­go­to­wy­wa­nia pró­bek jest uprosz­czo­ny i pole­ga na zasto­so­wa­niu mie­sza­nin reak­cyj­nych w posta­ci lio­fi­li­zo­wa­nej. Na ryn­ku dostęp­ne są testy komer­cyj­ne posia­da­jąc cer­ty­fi­ka­ty: SARS-CoV‑2 Real-Time PCR Detec­tion Kit (Cer­Test Bio­tec, Hisz­pa­nia), Gene­sig Real-Time PCR COVID-19 (Pri­mer­de­sign Ltd., Wiel­ka Bry­ta­nia), Bospho-re Novel Coro­na­vi­rus (2019-nCoV) Detec­tion Kit (Ana­to­lia Gene­works, Tur­cja) czy Vitas­say qPCR SARS-CoV‑2 (Vit-tas­say, Hisz­pa­nia). W celu szyb­kiej dia­gno­sty­ki zaka­żeń wiru­sem SARS–CoV‑2 moż­na rów­nież wyko­rzy­stać komer­cyj­nie dostęp­ny apa­rat Fil­mAr­ray (Bio­Fi­re). Zestaw ten został zaapro­bo­wa­ny przez FDA i opra­co­wa­ny wspól­nie z Depar­ta­men­tem Obro­ny USA (Depart­ment of Defen­ce Uni­ted Sta­tes of Ame­ri­ca) (3) (7).

Czu­łość testów PCR oko­ło tygo­dnia od wystą­pie­nia symp­to­mów kli­nicz­nych male­je i wirus może zostać nie wykry­ty pomi­mo toczą­ce­go się zaka­że­nia. W takim przy­pad­ku może­my otrzy­mać wynik fał­szy­wie ujem­ny. Wów­czas waż­ną rolę w dia­gno­sty­ce odgry­wa­ją testy sero­lo­gicz­ne.

TESTY SEROLOGICZNE

Na sku­tek kon­tak­tu z pato­ge­nem w orga­ni­zmie docho­dzi do reak­cji immu­no­lo­gicz­nej i wytwa­rza­ne są prze­ciw­cia­ła wykry­wal­ne testa­mi sero­lo­gicz­ny­mi, opar­ty­mi o meto­dę ELISA. Test ELISA (ang. Enzy­me-Lin­ked Immu­no­sor­bent Assay), czy­li test immu­no­en­zy­ma­tycz­ny, słu­ży do ilo­ścio­we­go lub pół­i­lo­ścio­we­go ozna­cze­nia in vitro spe­cy­ficz­nych prze­ciw­ciał wybra­nej kla­sy (IgG, IgM, IgA) prze­ciw­ko wybra­ne­mu anty­ge­no­wi. Meto­dy sero­lo­gicz­ne odgry­wa­ją rolę w póź­niej fazie infek­cji i sta­no­wią ide­al­ne dopeł­nie­nie metod mole­ku­lar­nych w celu wydłu­że­nia dia­gno­sty­ki. Mate­ria­łem kli­nicz­nym do badań sero­lo­gicz­nych jest suro­wi­ca, gdzie koniecz­ne są spa­ro­wa­ne prób­ki: pierw­sze w pierw­szym tygo­dniu oraz następ­ne po 2–4 tygo­dniach (3). Okres inku­ba­cji (okres bez­ob­ja­wo­wy) i okien­ko sero­lo­gicz­ne, w któ­rym dopie­ro two­rzo­ne są prze­ciw­cia­ła a testy immu­no­lo­gicz­ne dają wynik nega­tyw­ny pomi­mo zaka­że­nia, w przy­pad­ku koro­na­wi­ru­sa jest dość dłu­gi. Prze­ciw­cia­ła anty-SARS-CoV‑2 poja­wia­ją się w suro­wi­cy póź­no. Naj­czę­ściej na kil­ka dni od wystą­pie­nia obja­wów kli­nicz­nych (5).

Naj­bar­dziej wia­ry­god­ne wyni­ki otrzy­mu­je się bada­jąc jed­no­cze­śnie prze­ciw­cia­ła dwóch klas IgA i IgG. Swo­iste prze­ciw­cia­ła anty-SARS-CoV‑2 kla­sy IgG są wykry­wal­ne oko­ło 10 dni od momen­tu wystą­pie­nia obja­wów. Potwier­dza­ją, że wystą­pił kon­takt z pato­ge­nem. W suro­wi­cy prze­ciw­cia­ła IgG sta­no­wią 75% wszyst­kich prze­ciw­ciał. Wyso­kie mia­no IgG infor­mu­je o zwięk­szo­nej odpor­no­ści na dany pato­gen. Peł­nią funk­cję ochron­ną przy ponow­nym nara­że­niu. Z kolei prze­ciw­cia­ła kla­sy IgA sta­no­wią pierw­szą linię obro­ny przed pato­ge­na­mi. To głów­na kla­sa immu­no­glo­bu­lin wystę­pu­ją­ca w wydzie­li­nach ślu­zo­wo-suro­wi­czych, odpo­wie­dzial­na za neu­tra­li­za­cję wiru­sów. W suro­wi­cy wystę­pu­ją w mniej­szej ilo­ści i neu­tra­li­zu­ją pato­ge­ny któ­re prze­kro­czy­ły barie­rę ślu­zów­ko­wą. Bada­nia wyka­za­ły, że w przy­pad­ku SARS-CoV‑2 prze­ciw­cia­ła IgA są wykry­wal­ne wcze­śniej niż na 10 dni od obja­wów kli­nicz­nych COVID-19. Sta­no­wią zatem dodat­ko­we narzę­dzie dia­gno­stycz­ne wcze­snej fazy infek­cji. Zba­da­no rów­nież przy­dat­ność wykry­wa­nia prze­ciw­ciał IgM w przy­pad­ku nowe­go koro­na­wi­ru­sa. Jed­nak te immu­no­glo­bu­li­ny skie­ro­wa­ne są prze­ciw biał­ku N, któ­re wyka­zu­je wyso­kie podo­bień­stwo pomię­dzy róż­ny­mi koro­na­wi­ru­sa­mi, mogą wystą­pić reak­cje krzy­żo­we więc spe­cy­ficz­ność testu jest niska (5).

Wiru­sy z rodzi­ny koro­na­wi­ru­sów mają dwa biał­ka sta­no­wią­ce waż­ne miej­sca anty­ge­no­we dla testów sero­lo­gicz­nych. Testy kon­cen­tro­wa­ły się na wykry­wa­niu prze­ciw­ciał suro­wi­cy prze­ciw­ko biał­kom powierzch­nio­wym S. Biał­ka S są funk­cjo­nal­nie podzie­lo­ne na dwie pod­jed­nost­ki (S1 i S2), dome­na S1 jest odpo­wie­dzial­na za wią­za­nie recep­to­ra, nato­miast dome­na S2 jest odpo­wie­dzial­na za fuzję. SARS-CoV i SARS-CoV‑2 wią­żą się z ludz­kim enzy­mem kon­wer­tu­ją­cym angio­ten­sy­nę 2, któ­ry znaj­du­je się w ludz­kich komór­kach odde­cho­wych, komór­kach nerek i komór­kach prze­wo­du pokar­mo­we­go. Dru­gim biał­kiem, któ­re wyda­je się być waż­nym miej­scem anty­ge­no­wym dla roz­wo­ju testów sero­lo­gicz­nych do wykry­wa­nia COVID-19, jest biał­ko N, któ­re jest struk­tu­ral­nym skład­ni­kiem heli­kal­ne­go nukle­okap­sy­du. Biał­ko N odgry­wa waż­ną rolę w pato­ge­ne­zie wiru­sa i repli­ka­cji RNA. Jed­nak wyka­zu­je wyso­ką homo­lo­gię pomię­dzy róż­ny­mi gatun­ka­mi koro­na­wi­ru­sów stąd testy bazu­ją­ce na anty­ge­nach biał­ka N wyka­zu­ją niską spe­cy­ficz­ność (7).

Test ELISA fir­my EUROIMMUN wyko­rzy­stu­je anty­gen pod­jed­nost­ki S1 biał­ka struk­tu­ral­ne­go S (gli­ko­pro­te­ina powierzch­nio­wa), wyka­zu­je wyż­szą spe­cy­ficz­ność niż anty­ge­ny N i S i wyklu­cza reak­cje krzy­żo­we z prze­ciw­cia­ła­mi dla innych wiru­sów rodzi­ny koro­na­wi­ru­sów (5). Obec­nie na ryn­ku dostęp­ne są róż­ne zesta­wy sero­lo­gicz­ne opar­te na meto­dzie ELISA oraz szyb­kie testy immu­no­chro­ma­to­gra­ficz­ne: Viru­se COVID-19 IgG/IgM, Covid-19 Ag Respi-Strip (bio­Con­nec­tions), Coro­na­vi­rus (COVID-19) IgM/IgG Rapid Test Kit (Ray­Bio­tech), Human SARS-CoV‑2 IgG/IgM (2019-nCo­V/Co­ro­na­vi­rus) ELISA Kit (MyBio­So­ur-ce), Accu-Tell COVID-19 IgG/IgM Rapid Test Coro­na­vi­rus (Gen­taur), COVID-19 IgG/IgM Com­bo Rapid Test Devi­ce (Liming Bio), STANDARD Q COVID-19 IgM/IgG Duo (Bio-sen­sor), EDI™ Novel Coro­na­vi­rus COVID-19 ELISA Kits (Epi­to­pe Dia­gno­stics), COVID-19 IgM & IgG „Coro­na Virus” Rapid Test kit Box (Swiss Point of Care), ALLTEST 2019-nCoV IgM/IgG Rapid (Bio­Ma­xi­ma i Nova­zym) (3).

Meto­dy sero­lo­gicz­ne odgry­wa­ją waż­ną rolę w bada­niach epi­de­mio­lo­gicz­nych COVID-19 oraz w okre­śla­niu sta­tu­su immu­no­lo­gicz­ne­go bez­ob­ja­wo­wych pacjen­tów, jed­nak w bada­niach prze­sie­wo­wych lub dia­gno­zo­wa­niu wcze­snych infek­cji sta­no­wić mogą jedy­nie uzu­peł­nie­nie badań mole­ku­lar­nych (7).

TESTY ŁĄCZONE

Pro­po­zy­cję połą­cze­nia obu rodza­jów testów jako pierw­si opi­sa­li Liu i wsp. (8), wyko­na­li bada­nie testem ELISA z uży­ciem rekom­bi­no­wa­ne­go frag­men­tu biał­ka N SARS-CoV‑2 do wykry­cia prze­ciw­ciał kla­sy IgM i IgG oraz RT-PCR u pacjen­tów z potwier­dze­niem i podej­rze­niem COVID-19. Prób­ki zba­da­no dwu­krot­nie, w fazie począt­ko­wej oraz po 11 dniach od wystą­pie­nia obja­wów. Wyka­za­no prze­wa­gę tech­ni­ki RT-PCR w począt­ko­wej fazie cho­ro­by i spa­dek jej war­to­ści w fazie póź­niej­szej od 5 do 11 dni, gdzie test ELISA oka­zał się sku­tecz­ny. Zatem połą­cze­nie obu tech­nik może pod­nieść wykry­wal­ność zaka­żeń na róż­nych eta­pach cho­ro­by (3).

DIAGNOSTYKA MOLEKULARNA I SEROLOGICZNA INFEKCJI SKÓRNYCH

Łącze­nie metod mole­ku­lar­nych i sero­lo­gicz­nych jest rów­nież przy­dat­nym narzę­dziem dia­gno­stycz­nym w infek­cjach skó­ry. Uła­twia szyb­ką iden­ty­fi­ka­cję seg­men­tów DNA spe­cy­ficz­nych dla gatun­ku bez­po­śred­nio z pró­bek kli­nicz­nych. Izo­lo­wa­ny geno­mo­wy DNA ze skraw­ków skó­ry i / lub paznok­ci jest ampli­fi­ko­wa­ny za pomo­cą star­te­rów spe­cy­ficz­nych dla gatun­ku, a pro­duk­ty PCR są następ­nie wykry­wa­ne przy uży­ciu sond zna­ko­wa­nych bio­ty­ną. Beifuss i in. (9) zasto­so­wa­li meto­dy PCR-ELISA do wykry­wa­nia pię­ciu popu­lar­nych der­ma­to­fi­tów — T. rubrum, T. inter­di­gi­ta­le, T. vio­la­ceum, M. canis i E. floc­co­sum. Geno­mo­wy DNA wyizo­lo­wa­no ze skó­ry i paznok­ci pacjen­tów z podej­rze­niem zaka­że­nia i zampli­fi­ko­wa­no swo­isty­mi dla gatun­ku pri­me­ra­mi zna­ko­wa­ny­mi digok­sy­ge­ni­ną ukie­run­ko­wa­ny­mi na gen topo­izo­me­ra­zy II. Wyni­ki badań suge­ru­ją, że bez­po­śred­nia izo­la­cja DNA z pró­bek kli­nicz­nych w połą­cze­niu z PCR-ELISA sta­no­wi szyb­kie, powta­rzal­ne i czu­łe narzę­dzie do wykry­wa­nia pię­ciu głów­nych der­ma­to­fi­tów nie­za­leż­nie od ich cech mor­fo­lo­gicz­nych i bio­che­micz­nych (9). Mole­ku­lar­ne meto­dy iden­ty­fi­ka­cji der­ma­to­fi­tów zyska­ły znacz­ną popu­lar­ność i akcep­ta­cję, ponie­waż umoż­li­wia­ją szyb­kie i dokład­ne wykry­wa­nie grzy­bów. Jed­nak powszech­ne przy­ję­cie tych tech­nik w labo­ra­to­riach kli­nicz­nych jest utrud­nio­ne. Meto­dy mole­ku­lar­ne wyma­ga­ją spe­cja­li­stycz­ne­go prze­szko­le­nia per­so­ne­lu, dro­gie­go sprzę­tu i odczyn­ni­ków, dla­te­go są przede wszyst­kim wyko­rzy­sty­wa­ne w bada­niach nauko­wych (10).

Testy mole­ku­lar­ne mogą być istot­ne dla moni­to­ro­wa­nia postę­pu cho­ro­by, oce­ny sku­tecz­no­ści i prze­wi­dy­wa­nia wyni­ków lecze­nia. Moż­na zasto­so­wać tech­ni­ki dia­gno­sty­ki mole­ku­lar­nej aby zde­fi­nio­wać wzor­ce geno­ty­po­wej i feno­ty­po­wej eks­pre­sji w zmien­nych warun­kach kli­nicz­nych i mor­fo­lo­gicz­nych, ziden­ty­fi­ko­wać cechy spe­cy­ficz­ne dla drob­no­ustro­jów, takie jak czyn­ni­ki wiru­len­cji i spe­cy­ficz­ne geny zwią­za­ne z opor­no­ścią na leki w zaka­że­niach błon ślu­zo­wych skó­ry. Moż­li­wa jest tak­że cha­rak­te­ry­sty­ka czyn­ni­ków zakaź­nych, któ­re odgry­wa­ją rolę w pato­ge­ne­zie nie­któ­rych nowo­two­rów skó­ry. Wresz­cie meto­dy mole­ku­lar­ne mogą być sto­so­wa­ne do iden­ty­fi­ka­cji nowych cho­rób zakaź­nych w obrę­bie skó­ry i przy­dat­ków (10).

PODSUMOWANIE

Według wytycz­nych Pol­skie­go Towa­rzy­stwa Epi­de­mio­lo­gów i Leka­rzy Cho­rób Zakaź­nych pod­sta­wą roz­po­zna­nia aktyw­ne­go zaka­że­nia SARS-CoV‑2 jest tech­ni­ka RT-PCR. Jed­nak­że łącz­ne sto­so­wa­nie testów immu­no­lo­gicz­nych zwięk­sza szan­sę wykry­cia zaka­że­nia zarów­no w przy­pad­kach kli­nicz­nie obja­wo­wych, jak i bez­ob­ja­wo­wych, obję­tych nad­zo­rem epi­de­mio­lo­gicz­nym lub kwa­ran­tan­ną. Wyni­ki badań sero­lo­gicz­nych nie mogą być wyko­rzy­sty­wa­ne jako pod­sta­wa do dia­gno­zo­wa­nia, wyklu­cza­nia zaka­że­nia, ani do infor­mo­wa­nia o sta­nie zaka­że­nia SARS-CoV‑2.

Aga­ta Lebie­dow­ska

 

BIBLIOGRAFIA

1. Guan D., Wang D., Hal­le­gat­te S., et al.: Glo­bal sup­ply-cha­in effects of COVID-19 con­trol measu­res. Natu­re Human Beha­vio­ur 2020, 1–11.

2. Gor­ba­le­nya A.E., Baker S.C., Baric R.S., et al.: The spe­cies Seve­re acu­te respi­ra­to­ry syn­dro­me-rela­ted coro­na­vi­rus: clas­si­fy­ing 2019-nCoV and naming it SARS-CoV‑2. Nat Micro­biol 2020, 5, 536–544.

3. Michal­ski A., Bie­law­ska-Drózd A., Cie­ślik P., Makow­ski P., Kocik J.: Meto­dy dia­gno­sty­ki labo­ra­to­ryj­nej COVID-19. Wie­dza Medycz­na 2020, 1–9.

4. Zhao J., Yuan Q., Wang H., et al.: Anti­bo­dy respon­ses to SARS-CoV‑2 in patients of novel coro­na­vi­rus dise­ase. Cli­ni­cal Infec­tio­us Dise­ases 2019, medRxiv (Pre­print) [onli­ne: 10.07.2020].

5. Pol­ska EUROIMMUN. Dia­gno­sty­ka sero­lo­gicz­na w COVID-19. euroimmun.pl. 2020 [onli­ne: 09.07.2020] https://euroimmun.pl/blog/wp-content/uploads/2020/04/Diagnostyka-serologiczna-w-COVID-19.pdf.

6. World Health Orga­ni­za­tion: Guidan­ce on regu­la­tions for the trans­port of infec­tio­us sub­stan­ces 2019–2020: 2019 [onli­ne: 14.07.2020].

7. Tang Y‑W., Schmitz J.E., Per­sing D.H., Strat­ton C.W.: Labo­ra­to­ry dia­gno­sis of COVID-19: cur­rent issu­es and chal­len­ges. J Clin Micro­biol 2020, 58, e00512-20.

8. Liu L., Liu W., Wang S., et al.: A pre­li­mi­na­ry stu­dy on sero­lo­gi­cal assay for seve­re acu­te respi­ra­to­ry syn­dro­me coro­na­vi­rus 2 (SARS-CoV‑2) in 238 admit­ted hospi­tal patients. Micro­bes and Infec­tion 2020, 22(4–5), 206–211.

9. Beifuss B., Bez­old G., Got­tlo­ber P., et al.: Direct detec­tion of five com­mon der­ma­to­phy­te spe­cies in cli­ni­cal sam­ples using a rapid and sen­si­ti­ve 24‑h PCR-ELISA tech­ni­que open to pro­to­col trans­fer. Myco­ses 2011, 54.2, 137–145.

10. Mur­phy M.J.: Mole­cu­lar dia­gno­stics in der­ma­to­lo­gy and der­ma­to­pa­tho­lo­gy. Lon­don : Sprin­ger Scien­ce & Busi­ness Media, 2011.